سامانه مدیریت نشریات علمی دانشگاه علوم پزشکی مشهد

احمدی, سجاد, تقیان, فرزانه, جلالی دهکردی, خسرو, کارگر فرد, مهدی. (1403). تاثیر هشت هفته تمرین بازتوانی تناوبی به همراه نانولیپوزوم کوئرستین بر‎ ‎شاخص‌های آپوپتوزی ‏P38‎‏ و ‏MK2‎‏ ‏موش‌های صحرایی نر مدل انفارکتوس قلبی القاء با ایزوپروترونول. , 13(1), 42-55. doi: 10.22038/jpsr.2024.77109.2593
سجاد احمدی; فرزانه تقیان; خسرو جلالی دهکردی; مهدی کارگر فرد. "تاثیر هشت هفته تمرین بازتوانی تناوبی به همراه نانولیپوزوم کوئرستین بر‎ ‎شاخص‌های آپوپتوزی ‏P38‎‏ و ‏MK2‎‏ ‏موش‌های صحرایی نر مدل انفارکتوس قلبی القاء با ایزوپروترونول". , 13, 1, 1403, 42-55. doi: 10.22038/jpsr.2024.77109.2593
احمدی, سجاد, تقیان, فرزانه, جلالی دهکردی, خسرو, کارگر فرد, مهدی. (1403). 'تاثیر هشت هفته تمرین بازتوانی تناوبی به همراه نانولیپوزوم کوئرستین بر‎ ‎شاخص‌های آپوپتوزی ‏P38‎‏ و ‏MK2‎‏ ‏موش‌های صحرایی نر مدل انفارکتوس قلبی القاء با ایزوپروترونول', , 13(1), pp. 42-55. doi: 10.22038/jpsr.2024.77109.2593
احمدی, سجاد, تقیان, فرزانه, جلالی دهکردی, خسرو, کارگر فرد, مهدی. تاثیر هشت هفته تمرین بازتوانی تناوبی به همراه نانولیپوزوم کوئرستین بر‎ ‎شاخص‌های آپوپتوزی ‏P38‎‏ و ‏MK2‎‏ ‏موش‌های صحرایی نر مدل انفارکتوس قلبی القاء با ایزوپروترونول. , 1403; 13(1): 42-55. doi: 10.22038/jpsr.2024.77109.2593

تاثیر هشت هفته تمرین بازتوانی تناوبی به همراه نانولیپوزوم کوئرستین بر‎ ‎شاخص‌های آپوپتوزی ‏P38‎‏ و ‏MK2‎‏ ‏موش‌های صحرایی نر مدل انفارکتوس قلبی القاء با ایزوپروترونول

فصلنامه علمی- پژوهشی علوم پیراپزشکی وتوانبخشی
مقاله 4، دوره 13، شماره 1، اردیبهشت 1403، صفحه 42-55    اصل مقاله (1.87 M)
نوع مقاله: مقاله پژوهشی
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22038/jpsr.2024.77109.2593
نویسندگان
سجاد احمدی1؛ فرزانه تقیان* 2؛ خسرو جلالی دهکردی3؛ مهدی کارگر فرد4
1دانشجوی دکتری، گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده علوم ورزشی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد اصفهان (خوراسگان)، اصفهان، ایران
2دانشیار گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده تربیت بدنی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد اصفهان (خوراسگان)، اصفهان، ایران
3دانشیار گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده تربیت بدنی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد اصفهان(خوراسگان)، اصفهان، ایران
4استاد گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده علوم ورزشی، دانشگاه اصفهان، اصفهان، ایران
چکیده
هدف:
کوئرستین در بازتوانی و درمان آپوپتوز ناشی از ایسکیمی قلب مؤثر است، اما به دلیل حلالیت کم در آب کاربرد بالینی مناسبی ندارد که می­توان با تبدیل به نانو ذره اثر آن را بهبود بخشید، از این رو مطالعه حاضر برای تعیین اثر نانوذرات لیپوزوم با کوئرستین بر شاخص­های آپوپتوزی P38 و 2MK و مکانیسم­های آن در بازتوانی آسیب ایسکمی قلبی در موش صحرایی طراحی شده است.
روش بررسی:
30 سر موش صحرایی با وزن 20±250 گرم و سن 8-6 هفته به طور تصادفی به پنج گروه(سالم، بیمار، بیمار+مکمل، بیمار+تمرین و بیمار+تمرین+مکمل) تقسیم شدند. سکته قلبی با ایزوپرونالین به صورت تزریق زیر­پوستی انجام شد. گاواژ مکمل بعد از تمرین (8 جلسه تمرین هوازی شامل: 5 روز تمرین در هفته که شامل 7 تناوب اینتروال می ­باشد) و با دوز  10 میلی‌گرم بر کیلوگرم وزن بدن موش ­ها در گروه ­های دریافت مکمل به مدت هشت هفته انجام شد. بافت قلب 48 ساعت پس از آخرین جلسه تمرینی تحت شرایط استریل جدا شد. میزان بیان ژن­های P38 و MK2 با روش ریل تایم (Real-Time PCR) اندازه­گیری شد. تجزیه تحلیل داده­ ها با آزمون های آنالیز واریانس یک طرفه، آنووا و توکی و در سطح معنی­ داری (0/05>p) انجام شد.
یافته ­ها:
بیان ژن­ MK2 در بافت قلب در گروه ­های تمرینی و مکمل به طور قابل توجهی کاهش یافت که این کاهش در گروه تمرین و مصرف مکمل همزمان، بیشتر بود (P=0/0001) اما در بیان ژن  P38در گروه ­های تمرینی و مکمل کاهش معنی ­داری یافت نشد(P=0/0516) .
نتیجه ­گیری:
مصرف نانولیپوزم کوئرستین به همراه تمرینات تناوبی به طور قابل توجهی اثر کوئرستین را در کاهش بیان ژن­ MK2 افزایش داده که از فعال ­شدن کمپلکس P38_MK2  جلوگیری می­کند، بنابراین اثر محافظتی بر بافت قلبی درپی آسیب ایسکیمی دارد.
کلیدواژه‌ها
کوئرستین؛ تمرین تناوبی؛ MK2 ‎؛ ‏P38‎؛ انفارکتوس
مراجع
  1. Mackay K, Mochly-Rosen D. An inhibitor of p38 mitogen-activated protein kinase protects neonatal cardiac myocytes from ischemia. J Biol Chem 1999; 274(10): 6272-6279.
  2. Ding H, Huang Y, Chen Z, Tang Y, et al. Regulator of G-protein signalling 5 deficiency impairs ventricular remodelling after myocardial infarction by promoting NF-κB and MAPK signalling in mice. Biochem  Biophys Res Commun 2018; 499)2(: 143-149.
  3. Mittelstadt PR, Salvador JM, Fornace AJ, Ashwell JD. Activating P38 MAPK: new tricks for an old kinase. Cell Cycle 2005; 4(9): 1189-1192.
  4. Cuadrado A, Nebreda AR. Mechanisms and functions of p38 MAPK signalling[J]. Biochem J. 2010; 429(3): 403-417.
  5. Zhang T, Jiang J, Liu J, Xu L, et al. MK2 Is Required for Neutrophil-Derived ROS Production and Inflammatory Bowel Disease. Front Med (Lausanne) 2020; 7: 207.
  6. Ben Levy R, Hooper S, Wilson R, Paterson H, Marshall CJ. Nuclear export of the stress-activated protein kinase P38 mediated by its substrate MAPKAP kinase-2. Curr Biol 1998; 8)19(: 1049-1057.
  7. Yokota T, Wang Y. P38 MAP Kinases in Heart. Gene 2016; 575(2): 369-376.
  8. Singh RK, Diwan M, Dastidar SG, Najmi AK. Differential effect of p38 and MK2 kinase inhibitors on the inflammatory and toxicity biomarkers in vitro. Hum Exp Toxicol 2018; 37(5): 521-531
  9. Wu X, Zhou X, Chen C, Mao W. Systematic investigation of quercetin for treating cardiovascular disease based on network pharmacology, Comb Chem High Throughput Screen 2019; 22 (6): 411-420.
  10. Tang J, Lu L, Liu Y, Ma J, et al. Quercetin improve ischemia/reperfusion- induced cardiomyocyte apoptosis in vitro and in vivo study via SIRT1/PGC-1α signaling. J Cell Biochem 2019; 120(6): 9747-9757.
  11. Firgany A, Reda Sarhan N. Quercetin mitigates monosodium glutamate-induced excitotoxicity of the spinal cord motoneurons in aged rats via p38 MAPK inhibition.; Acta Histochem 2020; 12(2): 551-554
  12. Vinayak M, Maurya A. Quercetin loaded nanoparticles in targeting cancer: recent development. Anticancer Agents Med Chem 2019; 19 (13): 1560-1576.
  13. Ugazio E, Gastaldi L, Brunella V, Scalarone D, et al. Thermoresponsive mesoporous silica nanoparticles as a carrier for skin delivery of quercetin. Int J Pharm 2016; 511(1): 446-454.
  14. Wang G, Wang J, Chen X, Du SM, et al. The JAK2/STAT3 and mitochondrial pathways are essential for quercetin nanoliposome-induced C6 glioma cell death. Cell Death Dis 2013; 4(8): e746.
  15. Tarpey MD, Davy KP, McMillan RP, Bowser SM, et al. Skeletal muscle autophagy and mitophagy in endurance-trained runners before and after a high-fat meal. Mol Metab 2017; (6): 1597-609.
  16. Achttien R, Staal J, van der Voort S, Kemps HM, et al. Practice Recommendations Development Group: Exercise‑based cardiac rehabilitation in patients with coronary heart disease:  a practice guideline. Neth Heart J 2013; 2(1): 429-438.
  17. Garza MA, Wason EA, Zhang JQ. Cardiac remodeling and physical training post myocardial infarction. World J Cardiol 2015; 7(2): 52-64.
  18. Bijland S, Mancini S, Salt I. Role of AMP‑activated protein kinase in adipose tissue metabolism and inflammation. Clin Sci (Lond) 2013; 12(4): 491-507.
  19. Ringseis R, Eder K, Mooren FC, Kruger K. Metabolic signals and innate immune activation in obesity and exercise, Exerc Immunol Rev 2015; (21): 58-68.
  20. Tarpey MD, Davy KP, McMillan RP, Bowser SM, et al. Skeletal muscle autophagy and mitophagy in endurance-trained runners before and after a high-fat meal. Mol Metab 2017; (6): 1597-1609.
  21. Park KS, Sedlock DA, Navalta JW, Lee MG, et al. Leukocyte apoptosis and pro-/anti-apoptotic proteins following downhill running. Eur J Appl Physiol 2011; (111): 2349-2357.
  22. Boyer J, Song T, Lee D, Fu X, et al. Mitogen-Activated Protein Kinase-Dependent Fiber-Type Regulation in Skeletal Muscle 2019; 45229.
  23. Chen TI, Shen YJ, Wang IC,Yang KT. Short‑term exercise provides left ventricular myocardial protection against inter­mittent hypoxia‑induced apoptosis in rats. Eur J Appl Physiol 2011; 111(8): 1939-1950.
  24. Martin J. Gibala, and Sean L. McGee. Metabolic Adaptations to Short-term High-Intensity Interval Training: A Little Pain for a Lot of Gain? Exerc Sort Sci Rev 2008; 36(2): 58-63.
  25. Wright DC, Han DH, Garcia-Roves PM, Geiger PC, et al. Exercise-induced mitochondrial biogenesis begins before the increase in muscle PGC-1alpha expression. J Biol Chem 2007; 282(1): 194-199.
  26. Gibala MJ, McGee SL, Garnham AP, Howlett KF, et al. Brief intense interval exercise activates AMPK and p38 MAPK signaling and increases the expression of PGC-1a in human skeletal muscle. J Appl Physiol 2009; 106(3): 929-934
  27. Sharma M, Kishore K, Gupta S, Joshi S, Arya DS. Cardioprotective potential of Ocimum sanctum in isoproterenol induced myocardial infarction in rats. Mol Cell Biochem 2001; 225(1): 75-83.
  28. Jiang H, Wang Y, Sun L, He X, et al. Aerobic Interval Training Attenuates Mitochondrial Dysfunction in Rats Post-Myocardial Infarction: Roles of Mitochondrial Network Dynamics. Int J Mol Sci 2014; 15(4): 5304-5322.
  29. Cui W, Hu G, Peng J, Mu L, et al. Quercetin Exerted Protective Effects in a Rat Model of Sepsis via Inhibition of Reactive Oxygen Species(ROS) and Dow-nregulation of High Mobility Group Box 1(HMGB1) Protein Expression. Med Sci Monit 2019; 25: 5795-5800.
  30. Lu K, Wang L, Wang C, Yang Y, et al. Effects of high-intensity interval versus continuous moderate‑intensity aerobic exercise on apoptosis, oxidative stress and metabolism of the infarcted myocardium in a rat model. Mol Med Rep 2015; 12(2): 2374-2382.
  31. Vichaiwong K, Henriksen E, Toskulkao C, Prasannarong M, et al. Attenuation of oxidant-induced muscle insulin resistance and p38 MAPK by exercise training. Free Radic Biol Med 2009; 47(5): 593-599.
  32. Cardoso F, França E, Serra F, Victorino A, et al. Aerobic exercise reduces hippocampal ERK and p38 activation and improves memory of middle-aged rats. Hippocampus 2017; 27(8): 899-905.
  33. Shareghi Boroujeni A, Jalali Dehkordi Kh, Sharifi Gh, Taghian F, et al. Effect of Nano-eugenol and Aerobic Exercise against the Streptozotocin Toxicity and Inflammatory Mediators P38-MAPK, NPY, and A-Rα2A in the Dorsal Root Ganglia of Diabetic Rats. IJT 2021; 15(3): 205-214. [Persian].
  34. Gui Y, Chen J, Hu J, Liao C, et al. Soluble epoxide hydrolase inhibitors improve angiogenic function of endothelial progenitor cells via ERK/p38-mediated miR-126 upregulation in myocardial infarction mice after exercise. Exp Cell Res 2020; 397(2): 112360.
  35. Parker L, Trewin A, Levinger I, Shaw C, et al. The effect of exercise-intensity on skeletal muscle stress kinase and insulin protein signaling. PLoS One 2017; 12(2): e0171613.
  36. Combes A, Dekerle J, Webborn N, Watt P, et al. Exercise-induced metabolic fluctuations influence AMPK, p38-MAPK and CaMKII phosphorylation in human skeletal muscle. Physiol Rep 2015; 3(9): e12462.
  37. Ludlow A, Gratidao L, Ludlow L, Spangenburg E, Roth SM. Acute exercise activates p38 MAPK and increases the expression of telomere-protective genes in cardiac muscle. Exp Physiol 2017; 102(4): 397-410
  38. Rose B, Force T, Wang Y. Mitogen-activated protein kinase signaling in the heart: angels versus demons in a heart-breaking tale. Physiol Rev 2010; 90(4): 1507-1546.
  39. Asrih M, Mach F, Nencioni A, Dallegri F, et al. Role of mitogen-activated protein kinase pathways in multifactorial adverse cardiac remodeling associated with metabolic syndrome. Mediators Inflamm 2013; 2013: 367245.
  40. Moens A, Takimoto E, Tocchetti C, Chakir K, et al. Reversal of cardiac hypertrophy and fibrosis from pressure overload by tetrahydrobiopterin efficacy of recoupling nitric oxide synthase as a therapeutic strategy. Circulation 2008; 117(20): 2626-2636.
  41. Aikawa R, Nagai T, Tanaka M, Zou Y, et al. Reactive oxygen species in mechanical stress-induced cardiac hypertrophy. Biochem Biophys Res Commun 2001; 289(4): 901-907.
  42. Widegren U, Wretman C, Lionikas A, Hedin G, Henriksson J. Influence of exercise intensity on ERK/MAP kinase signalling in human skeletal muscle. Pflugers Arch 2000; 441(2-3): 317-22.
  43. Li Y, Dash R, Kim J, Saidel G, Caberera ME. Role of NADH/NAD(+) transport activity and glycogen store on skeletal muscle energy metabolism during exercise: in silico studies. Am J Physiol-Cell Physiol 2009; 296(1): C25-C46.
  44. Achttien RJ, Staal JB, van der Voort S. Practice Recommendations Development Group: Exercise-based cardiac rehabilitation in patients with coronary heart disease: a practice guideline. Neth Heart J 2013; (21): 429-438.
  45. Maiorana A: Interval training confers greater gains than continuous training in people with heart failure. J Physiother 2012; 58(3): 199.
  46. Kemi OJ, Wisløff U: Mechanisms of exercise-induced improvements in the contractile apparatus of the mammalian myocardium. Acta Physiol (Oxf) 2010; 199(4): 425-439.
  47. Garza MA, Wason EA, Zhang JQ. Cardiac remodeling and physical training post myocardial infarction. World J Cardiol 2015; 7(2): 52-64.
  48. Moreira JB, Bechara LR, Bozi LH. High-versus moderate-intensity aerobic exercise training effects on skeletal muscle of infarcted rats. J Appl Physiol 2013; 114(8): 1029-1041.
  49. Tullio F, Angotti C, Perrelli MG, Penna C, Pagliaro P. Redox balance and cardioprotection. Basic Res Cardiol 2013; 108(6): 392.
  50. Wambolt RB, Lopaschuk GD, Brownsey RW, Allard MF: Dichloroacetate improves postischemic function of hypertrophied rat hearts. J Am Coll Cardiol 2000; 36(4): 1378-1385.
  51. Egstrup M, Kistorp CN, Schou M, et al: Abnormal glucose metabolism is associated with reduced left ventricular contractile reserve and exercise intolerance in patients with chronic heart failure. Eur Heart J Cardiovasc Imaging 2013; 14(4): 349-357.
  52. Bourlier V, Saint-Laurent C, Louche K, Badin PM, et al: Enhanced glucose metabolism is preserved in cultured primary myotubes from obese donors in response to exercise training. J Clin Endocrinol Metab 2013; 98(9): 3739-3747.
  53. Castorena CM, Arias EB, Sharma N, Cartee GD: Postexercise improvement in insulin-stimulated glucose uptake occurs concomitant with greater AS160 phosphorylation in muscle from normal and insulin-resistant rats. Diabetes 2014; 63(7): 2297-2308.
  54. Firgany A, Sarhan N. Quercetin mitigates monosodium glutamate-induced excitotoxicity of the spinal cord motoneurons in aged rats via p38 MAPK inhibition. Acta Histochemica 2020; 122(5):151554.
  55. Li C, Wang T, Zhang C, Xuan J, et al. Quer-cetinattenuates cardiomyocyte apoptosis via inhibition of JNK and p38 mitogen-activated protein kinase signaling pathways. Gene 2016; 577(2): 275-280.
  56. Alcocer F, Whitley D, Salazar-Gonzalez J, Jordan W, et al. Quercetin inhibits human vascular smooth muscle cell proliferation and migration. Surgery 2002; 131(2): 198-204.
  57. Siti H, Jalil J, Asmadi A, Kamisah Y. Effects of Quercetin on Cardiac Function in Pressure Overload and Postischemic Cardiac Injury in Rodents: a Systematic Review and Meta-Analysis. Cardiovasc Drugs Ther 2020; 36(1): 15-29
  58. Rivera-Carvantes M, Jarero-Basulto J, Feria-Velasco A, Beas-Zarate C, et al.  Changes in the expression level of MAPK pathway components induced by monosodium glutamate-administration produce neuronal death in the hippocampus from neonatal rats. Neuroscience 2017; 365: 57-69.
  59. Zhao B, Long Q, Wang C, Che L, et al. Protective Effects of Liu Wei Di Huang Wan on the liver, orbitofrontal cortex nissl bodies,and neurites in msgph induced liver regeneration rat model. Evid Based Complement Altern Med 2018; 2018:9090128
  60. Tang Y, Jacobi A, Vater C, Zou X, Stiehler M. Salvianolic acid B protects human endothelial progenitor cells against oxidative stressmediated dysfunction by modulating Akt/mTOR/4EBP1, p38 MAPK/ATF2, and ERK1/2 signaling pathways. Biochem Pharmacol 2014; 90(1):34-49.
  61. Guangyao Y, Chunyan L, Zhang Y, Zihan M, et al. Quercetin Alleviates Neu-ropathic Pain in the Rat CCI Model by Mediating AMPK/MAPK Pathway. J Pain Res 2021; 14: 1289-1301.
  62. Nam T, Yoo C, Kim H, Kwon C, et al. The flavonoid quercetin induces apoptosis and inhibits migration through a MAPK-dependent mechanism in osteoblasts. J Bone Miner Metab 2008; 26(6): 551-560. 
  63. Yoshizumi M, Tsuchiya K, Suzaki Y, Kirima K, et al. Quercetin glucuronide prevents VSMC hypertrophy by angiotensin II via the inhibition of JNK and AP-1 signaling pathway. Biochem Biophys Res Commun 2002; 293(5): 1458-1465.
آمار
تعداد مشاهده مقاله: 526
تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 272